Metilación do ADN

Na Galipedia, a Wikipedia en galego.
Saltar para a navegação Saltar para a pesquisa
Ilustración dunha molécula de ADN que é metilada nas dúas citosinas do centro. A metilación do ADN xoga un importante papel na regulación xénica epixenética durante o desenvolvemento e enfermidades.

A metilación do ADN é un proceso polo cal se engaden grupos metilo ao ADN. A metilación modifica a función do ADN, actuando normalmente para suprimir a transcrición de xenes. A metilación do ADN é esencial para o desenvolvemento normal e está asociada cun número de procesos clave como a impronta xenómica, inactivación do cromosoma X, supresión dos elementos repetitivos, e a carcinoxénese.

Poden metilarse dous dos catro nucleótidos do ADN, a citosina e a adenina. A metilación da adenina está restrinxida aos procariotas. A taxa de metilación da citosina do ADN difire moito entre especies: o 14% das citosinas están metilads na planta Arabidopsis thaliana, o 4% no rato Mus musculus, o 2,3% na bacteria Escherichia coli, o 0,03% na mosca Drosophila, e practicamente ningún (< 0,0002%) en especies de lévedos.[1]

A metilación do ADN pode alterar de forma estable a expresión de xenes nas células a medida que estas se dividen e diferencian a partir de células nais embrionais en tecidos específicos. O cambio resultante é normalmente permanente e unidireccional, o que impide que a célula reverta a unha célula nai ou se converta nun tipo celular diferente. Porén, a metilación do ADN pode ser eliminada tanto pasivamente, por dilución durante a división celular, coma por un proceso activo e máis rápido. Este último proceso prodúcese por hidroxilación dos grupos metilo que van ser anulados, en vez de por unha completa eliminación de grupos metilo.[2][3] A metilación do ADN elimínase normalmente durante a formación do cigoto e restablécese por medio de sucesivas divisións celulares durante o desenvolvemento. As modificacións na metilación que regulan a expresión xénica son xeralmente herdables por medio da división mitótica. Parte da metilación pode herdarse tamén a través de divisións meióticas que orixinan os óvulos e espermatozoides, o que ten como resultado a impronta xenómica. A metilación do ADN suprime a expresión de xenes retrovirais endóxenos e outros segmentos nocivos de ADN que se incorporaron ao xenoma do hóspede no decurso do tempo. A metilación do ADN tamén constitúe a base da estrutura da cromatina, o cal permite que unha célula se transforme en múltiples órganos ou realice diferentes funcións. A metilación do ADN xoga un papel crucial no desenvolvemento de case todos os tipos de cancro.[4]

A metilación do ADN na posición 5 da citosina ten o efecto específico de reducir a expresión xénica e atopouse en todos os vertebrados que se examinaron. En células somáticas adultas (células non reprodutoras), A metilación do ADN ocorre tipicamente no contexto do dinucleótido CpG; a metilación non-CpG é común en células nais embrionais,[5][6][7] e tamén se atopou no desenvolvemento neural.[8]

En mamíferos[editar | editar a fonte]

Véxase tamén: Metilación.

Nos mamíferos entre o 60% e o 90% de todos os dinucleótidos CpGs están metilados.[9][10] Co tempo, os residuos de C metilados espontaneamente desamínanse para formar residuos de T; por tanto, os dinucleótidos CpG desamínanse establemente a dinucleótidos TpG, o cal se pon en evidencia pola subrepresentación de dinucleótidos CpG no xenoma humano (aparecen só co 21% da frecuencia esperada).[11] (Por outra parte, a desaminación espontánea de residuos de C non metilados dá lugar a residuos de U, un cambio que é rapidamente recoñecido e reparado pola célula.)

A metilación do ADN ten como diana diferentes áreas do xenoma en diferentes organismos, e ten funcións diferentes. Por exemplo, o patrón de metilación do ADN en mamíferos ten xeralmente unha distribución uniforme polos sitios CpG (con excepcións). Porén, en invertebrados obsérvase o contrario: os patróns de metilación CpG están agrupados en clusters.[12]

As CpGs non metiladas están a miúdo agrupadas en grupos chamados illas CpG, as cales están presentes nas rexións reguladoras 5' de moitos xenes. En moitos procesos de enfermidades, como o cancro, as illas CpG do promotor do xene adquiren unha hipermetilación anormal, o cal ten como resultado un silenciamento transcricional que poden herdar as células fillas resultantes da división celular. As alteracións da metilación do ADN considéranse un importante compoñente do desenvolvemento do cancro. A hipometilación, en xeral, orixínase antes e está ligada á inestabilidade cromosómica e perda de impronta, mentres que a hipermetilación está asociada cos promotores e pode orixinarse secundariamente ao silenciamento dun xene (supresor de oncoxene), e podería ser unha diana da terapia epixenética.[13]

A metilación do ADN pode afectar á transcrición de xenes e dous modos. Primeiro, a propia metilación do ADN pode impedir fisicamente a unión de factores proteicos transcricionais do xene,[14] e en segundo lugar, e probablemente máis importante, ao ADN metilado poden unirse proteínas chamadas proteínas de dominio de unión a metil-CpG (MBDs). Despois, as proteínas MBD recrutan proteínas adicionais no locus, como poden ser histona desacetilases e outras proteínas remodeladoras da cromatina que poden modificar as histonas, que dese xeito forman unha cromatina compacta e inactiva denominada heterocromatina. Este vínculo entre a metilación do ADN e a estrutura da cromatina é moi importante. En concreto, a perda de MBD 2 (MeCP2) foi implicada na síndrome ded Rett; e a MBD2 funciona como mediadora no silenciamento transcricional de xenes hipermetilados no cancro.

As investigacións realizadas suxiren que nos humanos a memoria de almacenamento a longo prazo pode ser regulada pola metilación do ADN.[15][16]

Os niveis de metilación do ADN poden utilizarse para estimar a idade, xa que son un reloxo biolóxico en humanos e chimpancés.[17]

No cancro[editar | editar a fonte]

A metilación do ADN é un importante regulador da transcrición de xenes e hai moitas probas que demostran que os xenes con altos niveis de 5-metilcitosina nas súas rexións promotoras son silenciosos transcricionalmente, e que a metilación do ADN se acumula gradualmente durante o silenciamento xénico a longo prazo. A metilación do ADN é esencial durante o desenvolvemento embrionario, e nas células somáticas, os patróns de metilación do ADN transmítense xeralmente ás células fillas con gran fidelidade. Os patróns de metilación do ADN anormais (hipermetilación e hipometilación comparadas coas do tecido normal) foron asociadas con gran número de tumores malignos humanos. A hipermetilación aparece tipicamente nas illas CpG na rexión promotora e está asociado coa inactivación de xenes. Un nivel máis baixo de metilación no ADN de leucocitos está asociado con moitos tipos de cancro.[18] A hipometilación global foi tamén implicada no desenvolvemento e progresión de cancros por medio de diferentes mecanismos.[19] Tipicamente, hai hipermetilación de xenes supresores de tumores e hipometilación de oncoxenes.[20]

Na aterosclerose[editar | editar a fonte]

As modificacións epixenéticas como a metilación do ADN foron implicadas en doenzas cardiovasculares, como a aterosclerose. En modelos animais de aterosclerose, o tecido vascular e células sanguíneas como as monomorfonucleares mostran unha hipermetilación gobal con áreas de hipermetilación específicas de xenes. Os polimorfismos na metilación do ADN poden utilizarse como un biomarcador temperán da aterosclerose, xa que aparecen antes de que se se observen as lesións, o cal pode servir como unha ferramenta para a detección temperá e prevención do risco.[21]

Dous dos tipos celulares afectados por polimorfismos na metilación do ADN son os monocitos e os linfocitos, os cales sofren unha hipometilación global. Un mecanismo que se propuxo que está na base desta hipometilación global é que os niveis elevados de homocisteína causan hiperhomocisteinemia, que é un factor coñecido de risco nas doenzas cardiovasculares. Os niveis plasmáticos altos de homocisteína inhiben as ADN metiltransferases, o que causa hipometilación. A hipometilación do ADN afecta a xenes que alteran a proliferación de células musculares lisas, causan a disfunción das células endoteliais, e incrementan os mediadores inflamatorios, todos os cales son esenciais na formación de lesións ateroscletóticas.[22] Os niveis altos de homocisteína tamén teñen como resultado a hipermetilación de illas CpG na rexión promotora do xene do receptor de estróxenos alfa (ERα), o que causa a súa regiulación á baixa.[23] O ERα protexe contra a aterosclerose debido á súa acción como supresor do crecemento, causando que as células musculares lisas prmanezan en estado quiescente.[24] A hipermetilación do promotor do xene do ERα permite así que as células musculares lisas da íntima do vaso sanguíneo proliferen excesivamente e contribúan ao desenvolvemento da lesión aterosclerótica.[25]

Outro xene que experimenta cambios na súa metilación na aterosclerose é o do transportador de monocarboxilatos (MCT3), que produce unha proteína responsable do transporte de lactato e corpos cetónicos ao exterior de moitos tipos de células, como as células musculares lisas vasculares. Nos pacientes de aterosclerose obsérvase un aumento na metilación das illas CpG no exón 2 do xene, o que fai decrecer a expresión da proteína MCT3. A regulación á baixa do MCT3 afecta ao transporte de lactato, e incrementa significativamente a proliferación de células musculares lisas, o cal contribúe á lesión aterosclerótica. Un experimento ex vivo utilizando o axente desmetilante decitabina (5-aza-2 -desoxicitidina) induciu a expresión de MCT3 de maneira dependente da dose, porque todos os sitios hipermetilados na illa CpG do exón 2 quedaron desmetilados despois do tratamento. Isto fai pensar que pode servir como un novo axente terapéutico para tratar a aterosclerose, aínda que non se realizaron polo momento estudos en humanos.[26]

No envellecemento[editar | editar a fonte]

Un estudo lonxitudinal de irmáns xemelgos atopou que entre as idades de 5 a 10 anos, había unha diverxencia nos patróns de metilación debido a influencias ambientais e non xenéticas.[27] Hai unha perda global de metilación do ADN a medida que envellecemos.[20] Porén, algúns xenes vanse hipermetilando coa idade, entre os que están os xenes do receptor de estróxenos, p16, e do IGF-2.[20] Os reloxos biolóxicos como os reloxos epixenéticos, son uns prometedores biomarcadores do envellecemento.[28][29]

No exercicio[editar | editar a fonte]

O exercicio de gran intensidade causa unha redución na metilación do ADN no músculo esquelético.[30] A metilación do promotor dos xenes PGC-1α e PDK4 redúcese inmediatamente despois de realizar exercicio de gran intensidade, mentres que a metilación do PPAR-γ non se reduce ata tres horas despois de realizado o exercicio.[30] Ao contrario, seis meses despois do exercicio en homes de mediana idade previamente sedentarios o resultado foi un incremento na metilación no tecido adiposo.[31]

ADN metiltransferases[editar | editar a fonte]

En células de mamífero, a metilación do ADN dáse principalmente na posición C5 dos dinucleótidos CpG e lévase a cabo por medio de dúas grandes clases de actividades encimáticas: metilación de mantemento e metilación de novo.[32]

A actividade de metilación de mantemento é necesaria para preservar a metilación do ADN despois de cada ciclo de replicación celular. Sen as ADN metiltransferases (DNMT), a maquinaria de replicación produciría febras fillas non metiladas e, co tempo, isto orixinaría unha desmetilación pasiva. A DNMT1 é a metiltransferase de mantemento proposta que é responsable de copiar os patróns de metilación do ADN nas febras fillas durante a replicación do ADN. Os modelos de ratos nos que se fixo unha deleción de ambas as copias da DNMT1 son letais na etapa embrional aproximadamente ao 9º día, debido a que cómpre a actividade da DNMT1 para o desenvolvemento en células de mamíferos.

Crese que a DNMT3a e a DNMT3b son as metiltransferases de novo que establecen os patróns de metilación no desenvolvemento temperán. A DNMT3L é unha proteína que é homóloga da outra DNMT3s mais non ten actividade catalítica. En vez diso, a DNMT3L axuda ás metiltransferases de novo ao incrementar as súas afinidades polo ADN e estimular as súas actividades Finalmente, identificouse a DNMT2 (TRDMT1) como un homólogo da ADN metiltransferase, que contén os 10 motivos de secuencia comúns a todas as ADN metiltransferases; porén, a DNMT2 (TRDMT1) non metila o ADN senón que metila a citosina-38 no bucle anticodón do ARN de transferencia do ácido aspártico.[33]

Como moitos xenes supresores de tumores son silenciados pola metilación do ADN durante a carcinoxénese, houbo intentos de facer re-expresar estes xenes inhibindo as DNMTs. A 5-aza-2'-desoxicitidina (decitabina) é un análogo de nucleósido que inhibe DNMTs ao atrapalas nun complexo covalente sobre o ADN ao impedir o paso de β-eliminación da catálise, o que ten como resultado a degradación do encima. Con todo, para que a decitabina estea activa, debe ser incorporada no ADN da célula, o cal pode causar mutacións nas células fillas se a célula non more. Ademais, a decitabina é tóxica para a medula ósea, o cal limita o tamaño da súa fiestra terapéutica. Estes inconvenientes levaron ao desenvolvemento de terapias de ARN antisentido que teñen como diana as DNMTs ao degradar os seus ARNms e impedir a súa tradución. Porén, actualmente non está claro se abonda simplemente con tomar como diana a DNMT1 para reactivar os xenes supresores de tumores silenciados pola metilación do ADN.

En plantas[editar | editar a fonte]

Fixéronse importantes progresos na comprensión da metilación do ADN estudando a planta modelo Arabidopsis thaliana. A metilación do ADN en plantas é diferente da que presentan os mamíferos: mentres que en mamíferos ocorre principalmente no nucleótido citosina en sitios CpG, en plantas a citosina pode ser metilada en sitios CpG, CpHpG, e CpHpH, onde H representa calquera nucleótido agás guanina. En conxunto, o ADN de Arabidopsis está moi metilado, e as análises de espectrometría de masas estimaron que un 14% das citosinas están modificadas.[1]

Os principais encimas ADN metiltransferases de Arabidopsis, que transfiren e unen covalentemente grupos metilo ao ADN son DRM2, MET1, e CMT3. Tanto a proteína DRM2 coma a MET1 comparten unha homoloxía significativa coas metiltransferases de mamíferos DNMT3 e DNMT1, respectivamente, mentres que a proteína CMT3 é exclusiva do reino das plantas. Actualmente distínguense dúas clases de ADN metilases: 1) a clase de novo, ou encimas que xeran novas marcas de metilación no ADN; e 2) a clase de mantemento, que comprende encimas que recoñecen as marcas de metilación na febra parental do ADN e transfiren a nova metilación ás febras fillas durante a replicación do ADN. A DRM2 é o único encima que foi considerado unha ADN metiltransferase de novo. A DRM2, xunto coa MET1 e CMT3 está implicada no mantemento das marcas de metilación durante a replicación do ADN.[34] Nas plantas exprésanse outras ADN metiltransferases pero non se coñece a súa función (ver a Chromatin Database).

Non está claro como fai a célula para determinar a localización da metilación do ADN de novo, pero a evidencia suxire que, na determinación de moitas (aínda que non todas) as localización está implicada a metilación do ADN ARN dirixida (RdDM). Nesta RdDM, prodúcense transcritos de ARN específicos a partir dun molde do ADN xenómico, e este ARN forma estruturas secundarias que son moléculas de ARN bicatenarias.[35] Os ARNs bicatenarios, por medio das vías dos ARN interferentes pequenos (siRNA) ou dos microARNs (miRNA), dirixen a metilación do ADN de novo na localización xenómica orixinal que produciu o ARN.[35] Este tipo de mecanismo crese que é importante na defensa celular contra os virus de ARN ou transposóns, que poden formar ambos con frecuencia un ARN bicatenario que pode ser mutaxénico para o xenoma do hóspede. Ao metilar as súas localizacións xenómicas, e por medio dun mecanismo mal comprendido, quedan "apagados" e xa non están activos nas células, o que protexe o xenoma do seu efecto mutaxénico.

En fungos[editar | editar a fonte]

Moitos fungos teñen baixos niveis (do 0,1 ao 0,5%) de metilación da citosina, mentres que outros fungos teñen ata o 5 % do seu xenoma metilado.[36] Este vallor parece variar entre especies e entre illados da mesma especie.[37] Hai tamén indicios de que a metilación do ADN pode estar implicada no control específico de estado da expresión xénica en certos fungos. Porén, a un límite de detección de 250 attomoles usando espectrometría de masas ultrasensible non se puido confirmar isto en especies de lévedos unicelulares como Saccharomyces cerevisiae ou Schizosaccharomyces pombe, o que indica que os lévedos non posúen esta modificación do ADN.[1]

Aínda que os lévedos de xemación (Saccharomyces) e nos de fisión (Schizosaccharomyces) non teñen unha metilación do ADN detectable, o fungo filamentoso modelo Neurospora crassa presenta un sistema de metilación ben caracterizado.[38] En Neurospora a metilación é controlada por varios xenes e as mutacións da ADN metiltransferase dim-2, eliminan toda a metilación do ADN pero non afectan ao cecemento ou reprodución sexual. Aínda que o xenoma de Neurospora ten moi pouco ADN repetitivo, a metade da metilación ten lugar no seu ADN repetitivo incluíndo restos de transposóns e e o ADN centromérico. A capacidade de avaliar outros importantes fenómenos no fondo xenético deficiente en ADN metilase fai de Neurospora un importante sistema no cal se pode estudar a metilación do ADN.

En insectos[editar | editar a fonte]

A metilación de ADN funcional descubriuse nas abellas melíferas.[39] As marcas de metilación do ADN están principalmente no corpo do xene, e a opinión actual sobre a función da metilación do ADN é que realiza unha regulación xénica por medio de splicing alternativo [40]

Drosophila melanogaster posúe só un nivel moi baixo de metilación do ADN [1] que é demasiado baixo para poder ser estudado por métodos como a secuenciación de bisulfito. Takayama et al.[41] desenvolveron un método sensible que lles permitiu descubrir que os patróns da secuencia de ADN do xenoma da mosca que se asocian coa metilación son moi diferentes dos que presentan os humanos ou outros animais ou plantas estudados ata agora. A metilación do xenoma en D. melanogaster atopouse en curtos motivos específicos (concentrada en motivos de secuencia de 5 bases específicas que son ricos en CA e CT pero escasos en guanina) e é independente da actividade da DNMT2. Usando a espectroscopia de masas de alta sensibilidade, Zhang et al.[42] demostraron a presenza de niveis baixos (do 0,07%) pero significativos de metilación da adenina durante os estadios iniciais da embrioxénese de Drosophila.

En bacterias[editar | editar a fonte]

A metilación da adenina ou citosina forma parte do sistema de restrición-modificación de moitas bacterias, nas cales se metilan periodicamente secuencias de ADN específicas por todo o xenoma. As metilases son encimas que recoñecen unha secuencia específica e metilan unha das bases situadas dentro da secuencia ou preto desa secuencia. Os ADNs alleos (que non están metilados desa maneira) que se intrducen na célula son degradados e clivados por encimas de restrición específicos de secuencia. O ADN bacteriano xenómico non é recoñecido por estes encimas de restrición. A metilación do ADN nativo actúa como unha especie de sistema inmunitario primitivo, que lles permite ás bacterias autoprotexerse das infeccións por virus bacteriófagos.

A ADN adenina metilase de E. coli (Dam) é un encima de ~32 kDa que non pertence a un sistema de restrición-modificación. A secuencia de recoñecemento diana da dam de E. coli é GATC, xa que a metilación ten lugar na posición N6 da adenina desta secuencia (G meATC). Os tres pares de bases que flanquean cada lado deste sitio tamén inflúen na unión ADN–Dam. A Dam exerce controis esenciais nos procesos bacterianos, incluíndo a reparación por falta de complementariedade de bases, a temporalización da replicación do ADN, e a expresión xénica. Como resultado da replicación do ADN, o status dos sitios GATC no xenoma de E. coli cambia de estar completamente metilado a estar hemimetilado. Isto débese a que a adenina introducida na nova febra de ADN non está metilada. A remetilación prodúcese nun lapso de 2 a 4 segundos, durante o cal se reparan os erros de replicación na nova febra. A metilación, ou a súa ausencia, é o marcador que utiliza o aparato de repaación da célula para diferenciar entre a febra molde e a febra nacente nova. Comprobouse que a alteración da actividade da Dam nas bacterias dá lugar a un incremento na taxa de mutación espontánea. Nos mutantes dam que tamén carecen doutros determinados encimas de reparación do ADN a viabilidade bacteriana está comprometida, e neles atopátronse máis evidencias do papel da Dam na reparación do ADN.

Unha rexión do ADN que permanece hemimetilada durante máis tempo é a orixe de replicación, que ten unha abundancia de sitios GATC. Isto é esencial no mecanismo bacteriano que temporaliza a replicación do ADN. A proteína SeqA únese á orixe de replicación, secuestrándoa e impedindo así a metilación. Como as orixes de replicación hemimetiladas son inactivas, este mecanismo limita a replicación do ADN a só unha vez por cada ciclo celular.

A expresión de certos xenes, como por exemplo os que codifican a expresión de pili en E. coli, é regulada pola metilación de sitios GATC na rexión promotora do operón do xene. As condicións ambientais das células xusto despois de rematar a replicación do ADN determinan se se bloquea a metilación pola Dam dunha rexión proximal ou distal con respecto á rexión promotora do xene. Unha vez que se creou o patrón de metilación, a transcrición do xene do pilus está bloqueada na posición de encendido ou apagado ata que o ADN se replica outra vez. En E. coli, estes operóns de pili teñen importantes funcións na virulencia en infeccións do tracto urinario.

Por outra parte, a ADN citosina metilase ten como diana os sitios CCAGG e CCTGG para metilar a citosina na posición C5 (C meC(A/T) GG). Outro encima metilase, EcoKI, causa a metilación de adeninas nas secuencias AAC(N6)GTGC e GCAC(N6)GTT.

Clonación molecular[editar | editar a fonte]

A maioría das cepas utilizadas polos biólogos moleculares son derivadas de E. coli K-12, e posúen tanto metilases Dam coma Dcm, pero disponse comercialmente de cepas que son dam-/dcm- (carecen da actividade de ambas as metilases). De feito, é posible desmetilar o ADN extraído de cepas dam+/dcm+ transformándoas en cepas dam-/dcm-. Isto axuda a dixerir as secuencias que non son recoñecidas por encimas de restrición sensibles á metilación.[43][44]

O encima de restrición DpnI pode recoñecer os sitios 5'-GmeATC-3' e dixerir o ADN metilado. Como ese é un motivo curto, aparece frecuentemente en secuencias por casualidade, e o seu uso principal en investigación é degradar ADNs molde despois de PCRs (os produtos de PCR carecen de metilación, xa que na reacción non están presentes metilases). De xeito similar, algúns encimas de restrición comerciais son sensibles á metilación nos seus sitios de restrición cognados, e deben, como se mencionou antes, utilizarse sobre ADN pasado por cepas dam-/dcm- para permitir o corte.

Detección[editar | editar a fonte]

A metilación do ADN pode detectarse utilizando as seguintes probas científicas:

  • Espectrometría de masas. É un método analítico fiable e moi sensible para detectar a metilación do ADN. Porén, non dá información sobre o contexto da secuencia da metilación, polo que está limitada ao estudo da función desta modificación do ADN.
  • PCR específica de metilación (MSP). Está baseada nunha reacción química do bisulfito de sodio co ADN que converte as citosinas non metiladas de dinucleótidos CpG en uracilos ou UpG, seguido dunha PCR tradicional.[45] Non obstante, as citosinas metiladas non se converten neste proceso, e deséñanse cebadores que se solapan ao sitio CpG que interesa, o que permite determinar o estado de metilación ou non metilación.
  • Secuenciación de bisulfito de xenoma completo, tamén coñecida como BS-Seq. É unha análise de xenoma completo de alto rendemento da metilación do ADN. Está baseada na antes mencionada conversión do bisulfito de sodio do ADN xenómico, que é despois secuenciado nunha plataforma de secuenciación da seguinte xeración. As secuencias obtidas son despois realiñadas co xenoma de referencia para determinar os estados de metilación dos dinucleótidos CpG baseándose na falta de concordancia nos apareamentos de bases resultantes da conversión das citosinas non metiladas en uracilos.
  • O ensaio HELP. Está baseado na capacidade diferencial dos encimas de restrición de recoñecer e cortar os sitios CpG do ADN metilados e non metilados.
  • Ensaios ChIP-on-chip. Baseados na capacidade de anticorpos preparados comercialmente de unirse a proteínas asociadas á metilación do ADN como MeCP2.
  • Escaneo xenómico de puntos de referencia de restrición. É un ensaio complicado e agora escasamente utilizado baseado no recoñecemento diferencial feito por encimas de restrición de sitios CpG metilados e non metilados. En concepto este ensaio é similar ao ensaio HELP.
  • Inmunoprecipitación de ADN metilado (MeDIP). É análoga á inmunoprecipitación da cromatina. Esta inmunoprecipitación utilízase para illar fragmentos de ADN metilados para entradas (input) nos métodos de detección de ADN como as micromatrices de ADN (MeDIP-chip) ou secuenciación de ADN (MeDIP-seq).
  • Pirosecuenciación de ADN tratado con bisulfito. Consiste na secuenciaciń dun amplicón feito por un cebador "cara adiante" normal, pero un cebador inverso biotinilado para someter a PCR o xene de elección. O pirosecuenciador analiza despois a mostra ao desnaturalizar o ADN e engadir un nucleótido de cada vez á mestura segundo unha secuencia dada polo usuario. Se hai unha falta de concordancia na complementariedade de bases, esta é rexistrada e anótase a porcentaxe de ADN na cal está presente a discordancia. Isto proprociona unha porcentaxe de metilación por illa CpG.
  • Ensaio de luz de rotura molecular para a actividade de ADN adenina metiltransferase. É un ensaio que se basea na especificidade do encima de restrición DpnI para os sitios GATC completamente metilados (metilación da adenina) en oligonucleótidos etiquetados cun fluoróforo e un quencher. A adenina metiltransferase metila os sitios do oligonucleótido facéndoo un substrato da DpnI. O corte do oligonucleótido pola DpnI dá lugar a un incremento da fluorescencia.[46][47]
  • Southern blot sensible ao metilo. É similar ao ensaio HELP, aínda que usa técnicas de Southern blot para sondar diferenzas na metilación específicas de xene usando dixestión de restrición. Esta técnica utilízase para avaliar a metilación local preto do sitio de unión da sonda.
  • Utilízanse proteínas de unión a metilCpG (MBPs) e proteínas de fusión que conteñen o Dominio de Unión ao Metilo (MBD) para separar o ADN nativo en fraccións metiladas e non metiladas. A porcentaxe de metilación de illas CpG concretas pode determinarse cuantificando a cantidade de dianas en cada fracción.[48] A detección extremadamente sensible pode conseguirse en tecidos FFPE con detección baseada na abscrición.
  • Análise de fusión de alta resolución (High Resolution Melt, HRM ou HRMA), é unha técnica analítica post-PCR. O ADN diana é tratado con bisulfito de sodio, que converte quimicamente as citosinas non metiladas en uracilos, mentres que se preservan as citosinas metiladas. Despois realízase unha amplificación por PCR con cebadores deseñados para amplificar tanto os moldes metilados coma os non metilados. Despois desta amplificación, as secuencias de ADN moi metiladas conteñen un alto número de sitios CpG en comparación cos moldes non metilados, o cal ten como resultado que presenten unha diferente temperatura de fusión que pode utilizarse na detección da metilación cuantitativa.[49][50]
  • Reconstrución da metilación de ADN antigo. É un método para reconstruír a metilación de ADN de alta resolución a partir de mostras de ADN antigo (por exemplo de fósiles). O método está baseado nos procesos de degradación natural que ocorren no ADN antigo: co tempo, as citosinas metiladas son degradadas en timinas, mentres que as citosinas non metiladas son degradadas a uracilos. Esta asimetría nos sinais de degradación foi utilizada para reconstruír os mapas de metilación completos dos homes de Neanderthal e de Denisova [51]

Rexións metiladas diferencialmente (DMRs)[editar | editar a fonte]

As rexións metiladas diferencialmente (DMRs), son rexións xenómicas que presentan diferentes estados de metilación en diversas mostras biolóxicas (tecidos, células, individuos ou outros), e son consideradas como posibles rexións funcionais implicadas na regulación xénica transcricional. A identificación de DMRs en múltiples tecidos (T-DMRs) proporciona unha visión xeral das diferenzas epixenéticas entre tecidos humanos.[52] As DMRs entre mostras de tecidos cancerosos e normais (C-DMRs) demonstran que os cancros teñen unha metilación anormal.[53] Sábese tamén que a metilación do ADN está asociada coa diferenciación e a proliferación celular.[54] Moitas DMRs encontráronse en certos estados de desenvolvemento (D-DMRs) [55] e en células reprogramadas (R-DMRs).[56] Ademais, hai DMRs intraindividuais (Intra-DMRs) que presentan cambios lonxitudinais na metilación de ADN global conforme aumenta a idade dun individuo dado.[57] Hai tamén DMRs inter-individuais (Inter-DMRs) que teñen diferentes patróns de metilación en distintos individuos.[58]

As Rexións Metiladas Diferencialmente Cuantitativas (QDMR, Quantitative Differentially Methylated Regions) son unha estratexia cuantitativa para cuantificar as diferenzas de metilación e identificar as DMRs en perfís de metilación de xenoma completo adaptando a entropía de Shannon (http://bioinfo.hrbmu.edu.cn/qdmr). A natureza das QDMR de ser de independentes de plataforma e especie fainas potencialmente aplicables a varios conxuntos de datos de metilación. Esta aproximación proporciona unha ferramenta efectiva para a identificación de alto rendemento das rexións funcionais implicadas na regulación epixenética. A QDMR pode utilizarse como unha ferramenta efectiva para a cuantificación das diferenzas de metilación e a identificación de DMRs en mostras múltiples.[59]

A análise de conxuntos de xenes (gene-set, tamén chamada análise de vías; xeralmente usando ferramentas como DAVID, GoSeq ou GSEA) está moi nesgada cando se aplica a datos de metilación de alto rendemento (por exemplo, MeDIP-seq, MeDIP-ChIP, HELP-seq etc.), e por esa razón moitos estudos informaron incorrectamente da hipermetilación de xenes relacionados co desenvolvemento e a diferenciación; suxeriuse que isto pode corrixirse usando permutacións de etiquetas de mostras ou utilizando un modelo estatístico para controlar as diferenzas nos números de sondas CpG / sitios CpG dirixidas a cada xene.[60]

Predición por computador[editar | editar a fonte]

A metilación do ADN pode tamén ser detectada por medio de modelos computacionais que usan complexos algoritmos e métodos. Os modelos computacionais poden facilitar os perfís globais de metilación do ADN nos cromosomas, e con frecuencia ditos modelos son máis rápidos e baratos que outros métodos para realizar ensaios biolóxicos. Estes modelos computacionais postos ao día inclúen Bhasin, et al.,[61] Bock, et al.,[62] e Zheng, et al.[63][64] Xunto cos ensaios biolóxicos, estes métodos facilitan enormemente a análise da metilación do ADN.

Notas[editar | editar a fonte]

  1. 1,01,11,21,3 Capuano, F; Mülleder, M.; Kok, R. M.; Blom, H. J.; Ralser, M (2014). "Cytosine DNA methylation is found in Drosophila melanogaster but absent in Saccharomyces cerevisiae, Schizosaccharomyces pombe and other yeast species". Analytical Chemistry 86 (8): 3697–702. PMC 4006885. PMID 24640988. doi:10.1021/ac500447w. 
  2. Iqbal, K.; Jin, S. -G.; Pfeifer, G. P.; Szabo, P. E. (2011). "Reprogramming of the paternal genome upon fertilization involves genome-wide oxidation of 5-methylcytosine". Proceedings of the National Academy of Sciences 108 (9): 3642–3647. PMC 3048122. PMID 21321204. doi:10.1073/pnas.1014033108. 
  3. Wossidlo, M.; Nakamura, T.; Lepikhov, K.; Marques, C. J.; Zakhartchenko, V.; Boiani, M.; Arand, J.; Nakano, T.; Reik, W.; Walter, J. R. (2011). "5-Hydroxymethylcytosine in the mammalian zygote is linked with epigenetic reprogramming". Nature Communications 2: 241. PMID 21407207. doi:10.1038/ncomms1240. 
  4. Jaenisch, R.; Bird, A. (2003). "Epigenetic regulation of gene expression: how the genome integrates intrinsic and environmental signals". Nature Genetics. 33 Suppl (3s): 245–254. PMID 12610534. doi:10.1038/ng1089. 
  5. Dodge JE, Ramsahoye BH, Wo ZG, Okano M, Li E (2002). "De novo methylation of MMLV provirus in embryonic stem cells: CpG versus non-CpG methylation". Gene 289 (1–2): 41–48. doi:10.1016/S0378-1119(02)00469-9. 
  6. Haines TR, Rodenhiser DI, Ainsworth PJ (2001). "Allele-Specific Non-CpG Methylation of the Nf1 Gene during Early Mouse Development". Developmental Biology 240 (2): 585–598. PMID 11784085. doi:10.1006/dbio.2001.0504. 
  7. Lister R, Pelizzola M, Dowen RH; et al. (October 2009). "Human DNA methylomes at base resolution show widespread epigenomic differences". Nature 462 (7271): 315–22. PMC 2857523. PMID 19829295. doi:10.1038/nature08514. 
  8. Lister, R.; Mukamel, E. A.; Nery, J. R.; Urich, M.; Puddifoot, C. A.; Johnson, N. D.; Lucero, J.; Huang, Y.; Dwork, A. J.; Schultz, M. D.; Yu, M.; Tonti-Filippini, J.; Heyn, H.; Hu, S.; Wu, J. C.; Rao, A.; Esteller, M.; He, C.; Haghighi, F. G.; Sejnowski, T. J.; Behrens, M. M.; Ecker, J. R. (4 July 2013). "Global Epigenomic Reconfiguration During Mammalian Brain Development". Science 341 (6146): 1237905. doi:10.1126/science.1237905. 
  9. Ehrlich M, Gama Sosa MA, Huang L-H., Midgett RM, Kuo KC, McCune RA, Gehrke C (April 1982). "Amount and distribution of 5-methylcytosine in human DNA from different types of tissues or cells". Nucleic Acids Research 10 (8): 2709–2721. PMC 320645. PMID 7079182. doi:10.1093/nar/10.8.2709. 
  10. Tucker KL (June 2001). "Methylated cytosine and the brain: a new base for neuroscience". Neuron 30 (3): 649–652. PMID 11430798. doi:10.1016/S0896-6273(01)00325-7. 
  11. International Human Genome Sequencing Consortium; et al. (February 2001). "Initial sequencing and analysis of the human genome". Nature 409 (6822): 860–921. PMID 11237011. doi:10.1038/35057062. 
  12. "The Role of Methylation in Gene Expression | Learn Science at Scitable". www.nature.com. Consultado o 2015-09-27. 
  13. Daura-Oller E, Cabre M, Montero MA, Paternain JL, Romeu A (2009). "Specific gene hypomethylation and cancer: New insights into coding region feature trends". Bioinformation 3 (8): 340–343. PMC 2720671. PMID 19707296. doi:10.6026/97320630003340. 
  14. Choy MK, Movassagh M, Goh HG, Bennett M, Down T, Foo R (2010). "Genome-wide conserved consensus transcription factor binding motifs are hyper-methylated". BMC Genomics 11 (1): 519. PMC 2997012. PMID 20875111. doi:10.1186/1471-2164-11-519. 
  15. Miller C, Sweatt J (2007-03-15). "Covalent modification of DNA regulates memory formation". Neuron 53 (6): 857–869. PMID 17359920. doi:10.1016/j.neuron.2007.02.022. 
  16. Powell, Devin (2008-12-02). "Memories may be stored on your DNA". New Scientist. Consultado o 2008-12-02. 
  17. Horvath S (2013). "DNA methylation age of human tissues and cell types". Genome Biology 14 (R115): R115. PMC 4015143. PMID 24138928. doi:10.1186/gb-2013-14-10-r115. 
  18. Zhang FF1, Cardarelli R, Carroll J, Zhang S, Fulda KG, Gonzalez K, Vishwanatha JK, Morabia A, Santella RM (2011). "Physical activity and global genomic DNA methylation in a cancer-free population". EPIGENETICS 6 (3): 293–299. PMC 3092677. PMID 21178401. doi:10.4161/epi.6.3.14378. 
  19. Craig, JM; Wong, NC (editor) (2011). Epigenetics: A Reference Manual. Caister Academic Press. ISBN 978-1-904455-88-2. 
  20. 20,020,120,2 Gonzalo S (2010). "Epigenetic alterations in aging". Journal of Applied Physiology 109 (2): 586–597. PMC 2928596. PMID 20448029. doi:10.1152/japplphysiol.00238.2010. 
  21. Lund, G.L.; Andersson, L.; Lauria, M.; Lindholm, M.; Fraga, M.F.; Villar-Garea, A.; Ballestar, E.; Esteller, M.; Zaina, S. (2004). "DNA methylation polymorphisms precede any histological sign of atherosclerosis in mice lacking Apolipoprotein E.". J Biol Chem 279 (28): 29147–29154. doi:10.1074/jbc.m403618200. 
  22. Castro, R.; Rivera, I.; Struys, E.A.; Jansen, E.E.; Ravasco, P.; Camilo, M.E.; Blom, H.J.; Jakobs, C.; Tavares; de Almeida, T. (2003). "Increased homocysteine concentrations and S-adenosylhomocysteine concentrations and DNA hypomethylation in vascular disease". Clin Chem 49 (8): 1292–1296. doi:10.1373/49.8.1292. 
  23. Huang, Y.S.; Zhi, Y.F.; Wang, S.R. (2009). "Hypermethylation of estrogen receptor-α gene in atheromatosis patients and its correlation with homocysteine". Pathophysiology 16 (4): 259–265. doi:10.1016/j.pathophys.2009.02.010. 
  24. Dong, C.D.; Yoon, W.; Goldschmidt-Clermont, P.J. (2002). "DNA methylation and atherosclerosis". J Nutr 132 (8): 2406S–2409S. 
  25. Ying, A.K.; Hassanain, H.H.; Roos, C.M.; Smiraglia, D.J.; Issa, J.J.; Michler, R.E.; Caligiuri, M.; Plass, C.; Goldschmidt-Clermont, P.J. (2000). "Methylation of the estrogen receptor- α gene promoter is selectively increased in proliferating human aortic smooth muscle cells". Cardiovas Res 46 (1): 172–179. doi:10.1016/s0008-6363(00)00004-3. 
  26. Zhu, S.; Goldschmidt-Clermont, P.J.; Dong, C. (2005). "Inactivation of Monocarboxylate Transporter MCT3 by DNA methylation in atherosclerosis". Circulation 112 (9): 1353–1361. doi:10.1161/circulationaha.104.519025. 
  27. Wong CC1, Caspi A, Williams B, Craig IW, Houts R, Ambler A, Moffitt TE, Mill J (2010). "A longitudinal study of epigenetic variation in twins". EPIGENETICS 5 (6): 516–526. PMC 3322496. PMID 20505345. doi:10.4161/epi.5.6.12226. 
  28. Horvath S (2013). "DNA methylation age of human tissues and cell types". Genome Biology 14 (10): R115. PMC 4015143. PMID 24138928. doi:10.1186/gb-2013-14-10-r115. 
  29. Jones, M. J., Goodman, S. J. and Kobor, M. S. (2015), DNA methylation and healthy human aging. Aging Cell. doi 10.1111/acel.12349
  30. 30,030,1 Barrès R1, Yan J, Egan B, Treebak JT, Rasmussen M, Fritz T, Caidahl K, Krook A, O'Gorman DJ, Zierath JR (2012). "Acute exercise remodels promoter methylation in human skeletal muscle". Cell Metabolism 15 (3): 405–411. PMID 22405075. doi:10.1016/j.cmet.2012.01.001. 
  31. Rönn T1, Volkov P, Davegårdh C, Dayeh T, Hall E, Olsson AH, Nilsson E, Tornberg A, Dekker Nitert M, Eriksson KF, Jones HA, Groop L, Ling C (2013). "A six months exercise intervention influences the genome-wide DNA methylation pattern in human adipose tissue". PLOS Genetics 9 (6): e1003572. PMC 3694844. PMID 23825961. doi:10.1371/journal.pgen.1003572. 
  32. Gratchev, Alexei. Review on DNA Methylation. (n.d.) Retrieved from http://www.methods.info/Methods/DNA_methylation/Methylation_review.html
  33. Goll MG, Kirpekar F, Maggert KA, Yoder JA, Hsieh CL, Zhang X, Golic KG, Jacobsen SE, Bestor TH (January 2006). "Methylation of tRNAAsp by the DNA methyltransferase homolog Dnmt2". Science 311 (5759): 395–398. PMID 16424344. doi:10.1126/science.1120976. 
  34. Cao X and Jacobsen SE (December 2002). "Locus-specific control of asymmetric and CpNpG methylation by the DRM and CMT3 methyltransferase genes". PNAS 99 (Suppl 4): 16491–16498. PMC 139913. PMID 12151602. doi:10.1073/pnas.162371599. 
  35. 35,035,1 Aufsatz W, Mette MF, van der Winden J, Matzke AJM, Matzke M (2002). "RNA-directed DNA methylation in Arabidopsis". PNAS 99 (90004): 16499–16506. PMC 139914. PMID 12169664. doi:10.1073/pnas.162371499. 
  36. Antequera F, Tamame M, Villanueva JR, Santos T (July 1984). "DNA methylation in the fungi". J. Biol. Chem. 259 (13): 8033–8036. PMID 6330093. 
  37. Binz T, D'Mello N, Horgen PA (1998). "A comparison of DNA methylation levels in selected isolates of higher fungi". Mycologia (Mycological Society of America) 90 (5): 785–790. JSTOR 3761319. doi:10.2307/3761319. 
  38. Selker EU, Tountas NA, Cross SH, Margolin BS, Murphy JG, Bird AP, Freitag M (2003). "The methylated component of the Neurospora crassa genome". Nature 422 (6934): 893–897. PMID 12712205. doi:10.1038/nature01564. 
  39. "Functional CpG Methylation System in a Social Insect". Science. doi:10.1126/science.1135213. 
  40. Li-Byarlay H.; et al. "RNA interference knockdown of DNA methyl-transferase 3 affects gene alternative splicing in the honey bee". P.N.A.S. doi:10.1073/pnas.1310735110. 
  41. S. Takayama, J. Dhahbi, A. Roberts, G. Mao, S.-J. Heo, L. Pachter, D. I. K. Martin, D. Boffelli (2014). Genome methylation in D. melanogaster is found at specific short motifs and is independent of DNMT2 activity. Genome Research, doi 10.1101/gr.162412.113
  42. . doi:10.1016/j.cell.2015.04.018.  Falta o |title= (Axuda)
  43. Palmer BR and Marinus MG (1994). "The dam and dcm strains of Escherichia coli—a review". Gene 143 (1): 1–12. PMID 8200522. doi:10.1016/0378-1119(94)90597-5. 
  44. "Making unmethylated (dam-/dcm-) DNA". 
  45. Hernández, H. G.; Tse, M. Y.; Pang, S. C.; Arboleda, H.; Forero, D. A. (2013). "Optimizing methodologies for PCR-based DNA methylation analysis". BioTechniques 55 (4): 181–197. PMID 24107250. doi:10.2144/000114087. 
  46. Wood RJ, Maynard-Smith MD, Robinson VL, Oyston PC, Titball RW, Roach PL (2007). Fugmann, Sebastian, ed. "Kinetic analysis of Yersinia pestis DNA adenine methyltransferase activity using a hemimethylated molecular break light oligonucleotide". PLoS ONE 2 (8): e801. PMC 1949145. PMID 17726531. doi:10.1371/journal.pone.0000801. 
  47. Li J, Yan H, Wang K, Tan W, Zhou X (February 2007). "Hairpin fluorescence DNA probe for real-time monitoring of DNA methylation". Anal. Chem. 79 (3): 1050–1056. PMID 17263334. doi:10.1021/ac061694i. 
  48. ^ David R. McCarthy, Philip D. Cotter, and Michelle M. Hanna (2012). MethylMeter(r): A Quantitative, Sensitive, and Bisulfite-Free Method for Analysis of DNA Methylation, DNA Methylation - From Genomics to Technology, Dr. Tatiana Tatarinova (Ed.), ISBN 978-953-510-320-2, InTech, DOI: 10.5772/36090. Available from: http://www.intechopen.com/books/dna-methylation-from-genomics-to-technology/methylmeter-a-quantitative-sensititive-and-bisulfite-free-method-for-analysis-of-dna-methylation
  49. Wojdacz, TK; Dobrovic, A (2007). "Methylation-sensitive high resolution melting (MS-HRM): a new approach for sensitive and high-throughput assessment of methylation". Nucleic Acids Res. 35 (6): e41. PMC 1874596. PMID 17289753. doi:10.1093/nar/gkm013. 
  50. Malentacchi, F; Forni, G; Vinci, S; Orlando, C (2009). "Quantitative evaluation of DNA methylation by optimization of a differential-high resolution melt analysis protocol". Nucleic Acids Res. 37 (12): e86. PMC 2709587. PMID 19454604. doi:10.1093/nar/gkp383. 
  51. Gokhman D1, Lavi E, Prüfer K, Fraga MF, Riancho JA, Kelso J, Pääbo S, Meshorer E, Carmel L. (2014). "Reconstructing the DNA methylation maps of the Neandertal and the Denisovan.". Science 344 (6183): 523–7. PMID 24786081. doi:10.1126/science.1250368. 
  52. Rakyan, VK; Down, TA; Thorne, NP; Flicek, P; Kulesha, E; Gräf, S; Tomazou, EM; Bäckdahl, L; Johnson, N; Herberth, M; Howe, KL; Jackson, DK; Miretti, MM; Fiegler, H; Marioni, JC; Birney, E; Hubbard, TJ; Carter, NP; Tavaré, S; Beck, S (September 2008). "An integrated resource for genome-wide identification and analysis of human tissue-specific differentially methylated regions (tDMRs).". Genome Research 18 (9): 1518–29. PMC 2527707. PMID 18577705. doi:10.1101/gr.077479.108. 
  53. Irizarry, RA; Ladd-Acosta, C; Wen, B; Wu, Z; Montano, C; Onyango, P; Cui, H; Gabo, K; Rongione, M; Webster, M; Ji, H; Potash, JB; Sabunciyan, S; Feinberg, AP (February 2009). "The human colon cancer methylome shows similar hypo- and hypermethylation at conserved tissue-specific CpG island shores.". Nature Genetics 41 (2): 178–86. PMC 2729128. PMID 19151715. doi:10.1038/ng.298. 
  54. Reik, W; Dean, W; Walter, J (Aug 10, 2001). "Epigenetic reprogramming in mammalian development.". Science 293 (5532): 1089–93. PMID 11498579. doi:10.1126/science.1063443. 
  55. Meissner, A; Mikkelsen, TS; Gu, H; Wernig, M; Hanna, J; Sivachenko, A; Zhang, X; Bernstein, BE; Nusbaum, C; Jaffe, DB; Gnirke, A; Jaenisch, R; Lander, ES (Aug 7, 2008). "Genome-scale DNA methylation maps of pluripotent and differentiated cells.". Nature 454 (7205): 766–70. PMC 2896277. PMID 18600261. doi:10.1038/nature07107. 
  56. Doi, A; Park, IH; Wen, B; Murakami, P; Aryee, MJ; Irizarry, R; Herb, B; Ladd-Acosta, C; Rho, J; Loewer, S; Miller, J; Schlaeger, T; Daley, GQ; Feinberg, AP (December 2009). "Differential methylation of tissue- and cancer-specific CpG island shores distinguishes human induced pluripotent stem cells, embryonic stem cells and fibroblasts.". Nature Genetics 41 (12): 1350–3. PMC 2958040. PMID 19881528. doi:10.1038/ng.471. 
  57. Bjornsson, HT; Sigurdsson, MI; Fallin, MD; Irizarry, RA; Aspelund, T; Cui, H; Yu, W; Rongione, MA; Ekström, TJ; Harris, TB; Launer, LJ; Eiriksdottir, G; Leppert, MF; Sapienza, C; Gudnason, V; Feinberg, AP (Jun 25, 2008). "Intra-individual change over time in DNA methylation with familial clustering.". JAMA: the Journal of the American Medical Association 299 (24): 2877–83. PMC 2581898. PMID 18577732. doi:10.1001/jama.299.24.2877. 
  58. Bock, C; Walter, J; Paulsen, M; Lengauer, T (June 2008). "Inter-individual variation of DNA methylation and its implications for large-scale epigenome mapping.". Nucleic Acids Research 36 (10): e55. PMC 2425484. PMID 18413340. doi:10.1093/nar/gkn122. 
  59. Zhang, Y; Liu, H; Lv, J; Xiao, X; Zhu, J; Liu, X; Su, J; Li, X; Wu, Q; Wang, F; Cui, Y (May 2011). "QDMR: a quantitative method for identification of differentially methylated regions by entropy.". Nucleic Acids Research 39 (9): e58. PMC 3089487. PMID 21306990. doi:10.1093/nar/gkr053. 
  60. Geeleher P, Hartnett L, Egan LJ, Golden A, Raja Ali RA, Seoighe C (June 2013). "Gene-Set Analysis is Severely Biased When Applied to Genome-wide Methylation Data". Bioinformatics 29 (15): 1851–7. PMID 23732277. doi:10.1093/bioinformatics/btt311. 
  61. Bhasin M, Zhang H, Reinherz EL, Reche PA. (Aug 2005). "Prediction of methylated CpGs in DNA sequences using a support vector machine". FEBS Lett. 579 (20): 4302–8. PMID 16051225. doi:10.1016/j.febslet.2005.07.002. 
  62. Bock C, Paulsen M, Tierling S, Mikeska T, Lengauer T, Walter J. (Mar 2006). "CpG island methylation in human lymphocytes is highly correlated with DNA sequence, repeats, and predicted DNA structure". PLoS Genet. 2 (3): e26. PMC 1386721. PMID 16520826. doi:10.1371/journal.pgen.0020026. 
  63. Zheng H, Jiang SW, Wu H (2011). "Enhancement on the predictive power of the prediction model for human genomic DNA methylation". International Conference on Bioinformatics and Computational Biology (BIOCOMP'11). 
  64. Zheng H, Jiang SW, Li J, Wu H (2013). "CpGIMethPred: computational model for predicting methylation status of CpG islands in human genome". BMC Medical Genomics). 

Véxase tamén[editar | editar a fonte]

Outros artigos[editar | editar a fonte]

Bibliografía[editar | editar a fonte]

Ligazóns externas[editar | editar a fonte]

Traído desde "https://gl.wikipedia.org/w/index.php?title=Metilación_do_ADN&oldid=4729107"